Dos grandes pilares teóricos de la evolución de especies

Históricamente dos teorías, han explicado la evolución; cómo los organismos adquieren características nuevas o adaptan las constitutivas para sobrevivir y mantenerse en un ambiente determinado. La teoría de adaptación de Lamarck expuesta en 1809, se basa en la premisa que la evolución está dada por cambios fenotípicos y genotípicos a lo largo del tiempo, generados por variaciones ambientales, que le permiten al organismo adaptarse al medio modificado; éstas serían deterministas y se trasmitirían de una generación a otra (Koonin & Wolf, 2009). Por otro lado, está la teoría de selección natural de Darwin que da mayor importancia a cambios al azar, que proporcionan características de ventaja a ciertos organismos. Sobreviven los que ante una presión x presentan la característica que les permite adaptarse (aptos) y son seleccionados sobre aquellos que carecen de la característica (Creager, 2007; Koonin & Wolf, 2009).

Evolución bacteriana

Curiosamente la comprensión sobre las causas de la resistencia a antibióticos permitió dilucidar la variación bacteriana y su evolución (figura 1), donde explicaciones de adaptación y entrenamiento han sido argumentadas. Estos debates surgieron cuando se reconocieron las bacterias como organismos vivos con material genético similar al de células eucariotas. Las bacterias se reproducen asexualmente por fisión binaria, donde el material genético es transferido verticalmente de la célula madre a la hija. Sin embargo, pueden también recibir material genético por transferencia horizontal de genes (HGT¹) a través de elementos genéticos móviles (transposones, plásmidos, bacteriófagos). Hoy sabemos que el patrón de evolución bacteriano está relacionado con la organización de su genoma, tasa de mutación y sistemas de HGT (Rosselló-Mora, 2003; Rosselló-Mora & Amann, 2001), desconocidos cuando se iniciaron los primeros estudios de su caracterización.

Figura 1: Línea de tiempo de los principales eventos que permitieron evidenciar la evolución bacteriana.

La clasificación bacteriana se basó en herramientas usadas en eucariotas, pero al reconocer las diferencias de organización celular, se desarrollaron técnicas y un esquema taxonómico de características morfológicas. Bacterias con la misma forma se agruparon dentro de una misma especie aunque, al analizar su respuesta fisiológica en el mismo medio ésta era diferente, surgiendo la necesidad de explicar por qué. Estos análisis fueron desarrollados por bacteriólogos y bioquímicos de la época, quienes asumían que las condiciones a las cuales eran expuestas inducían cambios que se mantenían de una generación a otra, apoyando la visión Lamarckiana.

El error de los bacteriólogos al investigar procesos de evolución y variación bacteriana según Amsterdamska, partió de los conceptos utilizados y su enfoque biomédico, dado que orientaron sus estudios en aislamiento, caracterización de patógenos y análisis terapéutico. Para los bacteriólogos, las bacterias adquirían material genético sólo por división transversal (fisión binaria). Asimismo seguían los postulados de Cohn-Koch de monomorfismo, que incluían conservación morfológica o fisiológica dentro de una especie, argumentando que organismos individuales de una especie dada, al tener las mismas características crecían igual en medios específicos y causaban enfermedad sin sufrir cambios (Amsterdamska, 1987; Amsterdamska, 1991; Hadley, 1927).

Cole y Wright en 1916, sustentaron variabilidad bacteriana y un nuevo sistema de clasificación basados en caracteres morfológicos y fisiológicos, acorde con Winslow, para agrupar por especie microorganismos con propiedades únicas diferenciables, por género especies relacionadas con características comunes y por familia a géneros con caracteres similares. La variabilidad identificada en cultivos bacterianos llamó la atención y así se identificaron dos tipos de variaciones ocasionadas dentro de la célula o impuestas por condiciones ambientales (Cole & Wright, 1916).

El análisis de características morfológicas y fisiológicas de bacterias mostró su amplia plasticidad, hallazgo que contrastaba con el monomorfismo. Se demostró que un cultivo bacteriano es una mezcla de poblaciones con diferentes características fisiológicas y cómo el ambiente influye en la multiplicación y subsistencia de subpoblaciones; bajo ciertas condiciones algunos biotipos se pierden o son minoría, mientras otros se mantienen y adaptan (Cole & Wright, 1916). A la par del desarrollo de herramientas de análisis de células eucariotas, se implementaron estrategias de estudio en bacterias. La identificación de mutaciones en plantas, llevó al análisis de éstas en bacterias, resaltando la importancia de caracterizar subpoblaciones que hacen parte de un cultivo.

Los primeros estudios realizados para explicar variaciones morfológicas y fisiológicas en bacterias y mutaciones como causa de éstas fueron planteados en 1906 y 1907, en donde analizaron ¿Por qué aislamientos de Escherichia coli que no fermentaban lactosa, después de ser sometidos a crecimiento en medio con lactosa adquirían esta característica? Según Massini esta habilidad era resultado de mutaciones, y por esta razón fueron denominadas E. coli mutables, sin evidencia genética, ni análisis profundo de cómo surge esta variante (Amsterdamska, 1991; Hadley, 1927; Yudkin, 1936). Con base en estos hallazgos se desarrollaron otros experimentos para analizar los cambios identificados en diferentes cultivos bacterianos.

En 1921 Arkwright fue el primero en demostrar que en cultivos de una misma especie era posible encontrar bacterias con diferentes características morfológicas e identificó dos tipos de colonias que denominó lisas o rugosas. Orientado por la pregunta si estas diferencias indicaban presencia de microorganismos con ventajas adaptativas, las bacterias identificadas fueron sometidas a crecimiento bajo diferentes condiciones concluyendo que estas dos formas se diferenciaban en morfología, crecimiento, reacciones serológicas, bioquímicas y virulencia, donde las colonias lisas tenían ventajas adaptativas, al ser resistentes a la acción lítica de bacteriófagos, a diferencia de las rugosas (Arkwright, 1921). Con estos resultados, bacteriólogos en diferentes instituciones se cuestionaron si era posible transformar bacterias con características morfológicas y adaptativas específicas (lisas, no virulentas) en más aptas (rugosas y virulentas). Utilizando como modelo Streptococcus pneumoniae, Avery indujo esto, e identificó que la información que generaba dichos cambios, se encontraba en una fracción no proteica heredable de la bacteria, y transferible de una bacteria a otra por contacto de vivas no virulentas con muertas virulentas. Hoy este proceso se denomina transformación, DNA de la bacteria lisada es captado por la bacteria viva proporcionándole virulencia y cambios morfológicos. Esta fue la primera evidencia del papel del DNA como material genético, de la transferencia de caracteres heredables y la capacidad bacteriana de captar información genética para sobrevivir en un ambiente determinado (Amsterdamska, 1993; Avery et al., 1943).

Para 1930 las investigaciones se enfocaron en estudios nutricionales de bacterias y levaduras, representando la variación en términos de adaptación química. La hipótesis planteada para explicar el proceso de variación era que una población de células en contacto con un sustrato adquiere con el tiempo enzimas necesarias para metabolizarlo, adaptación enzimática, donde hay enzimas adaptativas sintetizadas por las células cuando están con contacto con el sustrato y constitutivas presentes sin tener en cuenta el sustrato (Barnett, 2004; Creager, 2007).

Dienert y Monod se preguntaron ¿Cómo se daba la adaptación y regulación enzimática en diferentes fuentes de azúcar? Para responder este interrogante cultivaron levaduras con diferentes azúcares y analizaron su tasa de fermentación. Encontraron que la tasa de fermentación de galactosa depende del azúcar presente en el medio de cultivo, a diferencia de la tasa de fermentación de glucosa que es independiente. Además indicaron la relación entre la fuente de azúcar (galactosa, lactosa o melibiosa) en el medio de cultivo y la actividad enzimática (galactosidasa); así microorganismos que crecían en galactosa, al cultivarlos en glucosa perdían dicha actividad. Estos resultados enfatizan el papel del sustrato en la tasa de fermentación de galactosa y el desarrollo de la actividad enzimática (galactosidasa), asegurando que la actividad enzimática era adaptativa. A pesar de los hallazgos, la metodología utilizada no permitió responder la pregunta planteada; con estos experimentos se documentó como estas levaduras se pueden adaptar a un medio específico pero no el papel del azúcar utilizado en la regulación de la expresión de la enzima. Por esta razón Stephenson y Yudkin los refutaron, argumentando falta de cuantificación que limitaba la interpretación (Amsterdamska, 1987; Barnett, 2004; Dienert, 1900; Stephenson & Gale, 1937).

Para dar una explicación más rigurosa a lo planteado por Dienert y Monod, Stephenson y Yudkin enfatizaron en la fisiología, postulando que las bacterias adaptaban su maquinaria metabólica a las oportunidades ambientales (Dienert, 1900; Stephenson & Yudkin, 1936; Yudkin, 1936). Así, analizaron ¿En qué condiciones se desarrollaban las enzimas que fermentaban galactosa y glucosa en E. coli y qué relación había entre la formación, actividad enzimática y multiplicación celular? Concluyeron que la acción de dichas enzimas se daba por un proceso de adaptación química. Stephenson invirtió tiempo y esfuerzo para explicar cómo la glucosa suprime la síntesis de galactosidasa, sin aclarar el mecanismo de adaptación y variación (Kohler, 1985; Stephenson & Gale, 1937).

Hacia 1960 Jacob y Monod explicaron el metabolismo de lactosa en E. coli bajo el control de un grupo de genes que denominaron operón Lac, constituido por tres genes: promotor, represor y operador. Este operón es regulado por la disponibilidad de lactosa y glucosa del medio. Así, cuando hay lactosa (inductor) se produce galactosidasa, promoviendo transcripción y síntesis de la enzima. Otros compuestos del medio pueden actuar como represores inhibiendo la transcripción de la enzima (Jacob, 1960; Jacob et al., 2005; Monod, 1956). Estos hallazgos mostraron que la acción de la galactosidasa es un proceso complejo que para ser entendido requería análisis genético.

Explicaciones a la resistencia bacteriana

Basándose en estos estudios, se llevaron a cabo experimentos en bacterias aisladas de pacientes, para mostrar que la resistencia identificada, era causada por acción de enzimas adaptativas que hidrolizaban el antibiótico y surgían en microorganismos susceptibles si eran sometidos a diferentes concentraciones del medicamento (entrenamiento). Desde 1945 en adelante hubo una ráfaga de publicaciones sobre el crecimiento y características de resistencia a antibióticos en microorganismos aislados de pacientes y cepas de laboratorio, que explicaban cómo las bacterias pueden adaptarse y multiplicarse en presencia de antimicrobianos aunque inicialmente inhibieran su crecimiento (Fildes & Whitaker, 1948; Hadley, 1927).

En 1940 Luria y Delbrück dieron una explicación diferente a la variación y resistencia a antibióticos, tomando de la física de radiación un enfoque estadístico para sus análisis. Partieron de las observaciones hechas por D’Hérelle y otros investigadores, quienes afirmaban que la interacción de bacterias con bacteriófagos inducía variantes resistentes que se adaptaban al medio, en contraste con lo expuesto por Burnet, quién aseguraba que las bacterias resistentes son resultado de mutaciones pre-existentes a la interacción bacteria-bacteriófago, las cuales eran seleccionadas por acción lítica del virus que eliminaba a las susceptibles (Hadley, 1927; Luria & Delbrück, 1943, Burnet, 1927). Estas dos hipótesis llevaron a Luria y Delbrück a plantear las siguientes preguntas: ¿Cómo se origina la resistencia a la infección por bacteriófagos y cuál de las hipótesis antes expuestas puede explicar dicha resistencia? El experimento consistió en inocular un número pequeño de bacterias a partir de una misma colonia, en diferentes tubos de ensayo. Después de un periodo de crecimiento, inocularon el mismo volumen de bacterias de cada tubo de ensayo en diferentes placas con agar que contenía el bacteriófago. Argumentando que sí la resistencia era generada por la interacción bacteria-virus, es decir por un proceso de adaptación, en todas las placas se esperaría un número similar de bacterias resistentes. Sin embargo, los resultados obtenidos luego del análisis estadístico mostraron que el número de colonias resistentes variaba drásticamente de una placa a otra a pesar de que todas fueron inoculadas con el mismo número y bajo las mismas condiciones. Luria y Delbrück explicaron estos resultados como una tasa constante de mutaciones aleatorias heredables en cada generación bacteriana de cada tubo, las cuales surgieron de manera independiente a la interacción con el virus, apoyando así la hipótesis planteada por Burnet y Gratia. A pesar de los resultados obtenidos, se expuso la necesidad de estudiar a fondo la resistencia identificada en bacterias que crecían tiempo después de la lisis de bacterias sensibles, porque la atribuían a un mecanismo más complejo (Luria & Delbrück, 1943). Para esta época no se conocía el papel de los elementos genéticos extracromosomales en la resistencia bacteriana, ni se contaba con herramientas para profundizar en este aspecto.

Los resultados de estos experimentos se convirtieron en un hito para la genética, ya que pareció ser una de las primeras demostraciones claras que la herencia en bacterias no era Lamarckiana. Sin embargo, no todos los genetistas bacterianos estuvieron de acuerdo con este análisis. Sonneborn señaló que lo que estos autores vieron como mutaciones espontáneas podía ser resistencia adquirida que persistió durante varias generaciones (Creager, 2007).

Demerec usando el diseño experimental planteado por Luria y Delbrück estudió el origen de la resistencia a penicilina en Staphylococcus aureus señalando la analogía entre resistencia bacteriana a agentes infecciosos (bacteriófagos) y resistencia a sustancias químicas (antibióticos). El experimento mostró variación amplia en el número de bacterias resistentes a penicilina en muestras de cultivos independientes, lo cual apoyaba la interpretación genética del origen de la resistencia y la acción de la penicilina como un agente selectivo que inhibe bacterias no resistentes. Demerec señaló que era posible aumentar el grado de resistencia al antibiótico, exponiendo cepas resistentes a alta concentración de penicilina y lo interpretó como la suma del efecto de varios factores genéticos independientes sometidos a mutaciones consecutivas sustentado en las explicaciones expuestas por Luria y Delbrück (Demerec, 1945; Demerec, 1948).

El uso de la prueba de fluctuación, fue de gran ayuda para los genetistas bacterianos. Luria extendió este enfoque para documentar que las mutaciones eran responsables de la resistencia a sulfonamidas en S. aureus y Demerec mostró el origen genético de la resistencia a estreptomicina. Así armados con esta prueba, los genetistas bacterianos desafiaron a los bacteriólogos en su propio terreno: la adaptación nutricional (Creager, 2007). A pesar de la aparente contundencia de estos resultados y de los datos cuantitativos que arrojaron, no quedaba claro si el único mecanismo responsable de variación bacteriana y por tanto del origen de la resistencia a antibióticos era mutacional, y si se podía explicar la resistencia sólo desde la selección natural.

La aparición de multirresistencia a antibióticos sembró dudas sobre la explicación mutacional y selección natural como únicos argumentos a este fenómeno, porque si bien podía sugerirse como mutaciones múltiples al azar seleccionadas por una presión ambiental específica, otras opciones eran también plausibles. Las primeras bacterias multirresistentes (Shigella) de pacientes con disentería se identificaron en Japón, generando un problema de salud pública serio por el fracaso terapéutico y la diseminación de estos microorganismos (Watanabe, 1963). En 1959 se demostró que la multirresistencia era transferida entre aislamientos de Shigella y E. coli al combinarlos en cultivo. Esto indujo la pregunta ¿Cómo se llevaba a cabo la transferencia de multirresistencia de un microorganismo a otro? Para explicar ésta y otras características, Tatum y Lederberg presentaron evidencia de cómo se transfiere horizontalmente información genética entre bacterias por contacto directo. Este resultado controvertiría la explicación de la resistencia antibiótica desde la selección natural del más apto y retomaría postulados Lamarckianos de adaptación (Lederberg, 1947; Tatum & Lederberg, 1947).

Para esta época ya se aceptaba que la herencia en bacterias dependía de la existencia de genes, pero no era claro si la transferencia de éstos se comportaba igual que en células eucariota y, sí la leyes de herencia Mendeliana eran extrapolables a estos microorganismos o, dependían de factores extranucleares como los ya identificados en algunas bacterias y plantas (Lederberg & Lederberg, 1952; Tatum & Lederberg, 1947). Tatum y Lederberg después de una serie de experimentos concluyeron que no era posible hacer una analogía entre la herencia de caracteres bacterianos y el proceso mendeliano e identificaron un nuevo proceso de transferencia horizontal de información genética el cual se llevaba a cabo por contacto directo entre bacterias (conjugación), sin importar su especie e independiente de su replicación.

Tatum y Lederberg se preguntaron luego ¿Cómo se llevaba a cabo la transferencia de información genética entre bacterias? Para responder, partieron de dos cepas distintas de E. coli K-12 con diferentes requerimientos nutricionales. Después de sembrarlas juntas durante un tiempo corto y repicarlas a un medio de cultivo mínimo, observaron el crecimiento de bacterias sin ningún requerimiento nutricional (Met+, Bio+, Thr+, Leu+) procedentes del cultivo mixto. La aparición de estas bacterias se debía a recombinación de información, por contacto directo, donde la cepa donante pasaba información genética a la receptora. Este mecanismo de recombinación dependía de un factor extracromosómico, denominado en 1941 por Wright plasmagen en contraste a los genes nucleares y también conocido como factor F (factor de fertilidad), el cual se replicaba independientemente del cromosoma (Hayes, 1952; Lederberg & Lederberg, 1952; Lederberg, 1952; Tatum & Lederberg, 1947).

Más adelante Davis diseña otro experimento para someter a prueba la hipótesis del contacto bacteria-bacteria. En este trabajo se inocularon bacterias con diferentes requerimientos nutricionales en un tubo en forma de U, divido en la mitad por una membrana que permitía flujo de medio de cultivo e impedía paso de bacterias de un compartimiento a otro. Davis observó que al inocular las mismas cepas bajo las mismas condiciones, pero sin contacto directo, no era posible obtener bacterias recombinantes sin requerimientos nutricionales, lo que sustentaba la necesidad de contacto directo propuesta por Tatum y Lederberg para la transferencia (Davis, 1950; Hayes, 1952; Tatum & Lederberg, 1947).

Luego Watanabe determinó el papel de plasmagenes en la multirresistencia, encontrando que éstos transferían múltiples genes y se localizaban a nivel citoplasmático; por esta razón los denominó factor R (resistencia), mientras otros investigadores lo llamaron episoma. El análisis de estos elementos evidenció que la transferencia de información genética se llevaba a cabo mediante contacto directo (conjugación). Además, que estos elementos transportaban varios tipos de genes que le proporcionan a las bacterias flexibilidad genética (Watanabe, 1963).

En 1952 Lederberg propuso cambiar el término de episoma a plásmido, limitando el uso del primero para elementos extracromosomales que se integran al cromosoma. Se reconoció a partir de esto, que los plásmidos juegan un papel importante en la evolución bacteriana, en especial en transferencia de resistencia a antibióticos y patogenicidad. No obstante, durante un tiempo no fueron reconocidos como agentes involucrados en la evolución bacteriana, ya que se creía que ésta resultaba de la replicación bacteriana, es decir por transferencia vertical de información genética. Microbiólogos y genetistas bacterianos se enfocaron en el análisis y caracterización de elementos genéticos extracromosomales involucrados en herencia citoplasmática (Cohen, 1993; Lederberg, 1998).

Con el desarrollo de nuevas técnicas de análisis, la dicotomía de adaptación (Lamarck) versus mutación (Darwin) empezó a disolverse. Los genetistas bacterianos fieles defensores de la teoría de selección natural, empezaron a utilizar los argumentos de adaptación para explicar la herencia citoplasmática. Por esta razón trabajos posteriores se enfocaron en el estudio de plásmidos de resistencia y el papel de la transferencia horizontal en la evolución bacteriana (Cohen, 1993; Denamur et al., 2000; Hayes, 1952; Lederberg, 1998; Pál et al., 2005; Watanabe, 1963).

Las herramientas de análisis genómico desarrolladas para estudios genéticos, demostraron la alta frecuencia de transferencia horizontal de genes entre bacterias; éstas obtienen DNA del ambiente a través de bacteriófagos y plásmidos que sirven como vehículos o directamente por transformación, el DNA es adquirido desde el ambiente para que bacterias sometidas a una presión selectiva particular (exposición a antibióticos) se adapten. La transferencia horizontal de genes es un mecanismo esencial para proporcionar plasticidad genética en muchas especies de bacterias. La habilidad de la bacteria para adaptarse a ambientes nuevos, es resultado de la adquisición de genes a través de transferencia horizontal, junto con alteración de las funciones de genes pre-existentes a través de mutaciones puntuales y transmisión vertical (Stokes & Gillings, 2011; Sykes, 2010).

Mecanismos de resistencia a antibióticos

Para explicar mejor los mecanismos involucrados en la aparición y diseminación de resistencia a antibióticos se parte del genoma bacteriano que está compuesto por un cromosoma, donde se encuentra toda la información necesaria para el ciclo de vida de la bacteria, más elementos genéticos extracromosomales. Entre estos últimos se encuentran plásmidos, secuencias de inserción, transposones e integrones, donde se ubican genes que, bajo ciertas circunstancias favorecen la supervivencia (Lederberg, 2000). El cromosoma es heredado verticalmente por los descendientes de la bacteria mientras los elementos genéticos extracromosomales pueden ser transferidos tanto vertical como horizontalmente (Courvalin, 2008; Depardieu et al., 2007).

Las mutaciones cromosomales pueden ocurrir en la secuencia de nucleótidos de genes estructurales, blanco de acción de algunos antibióticos. Ejemplos de esto son transcriptasa y rifampicina, topoisomerasa tipo II y quinolonas, proteína ribosomal S12 y estreptomicina. Esta resistencia es modulada por la presencia ambiental del antibiótico. Mutaciones en promotores o módulos de regulación (sistemas de regulación de dos componentes) son conocidas como mutaciones cuantitativas. Además, los antibióticos generan presión selectiva para mantener bacterias resistentes e inducir transferencia horizontal de genes de resistencia entre bacterias. Así, concentraciones subinhibitorias de penicilina aumentan la transferencia de DNA plasmídico de E. coli a S. aureus y Listeria monocytogenes (Courvalin, 2008).

La evolución de bacterias sensibles a resistentes se da básicamente por la aparición de microorganismos resistentes o la diseminación de genes de resistencia, aunque la aparición de microorganismos resistentes puede estar influenciada por la diseminación de genes de resistencia. Por tanto, el surgimiento de microorganismos resistentes, es un aspecto particular de la evolución bacteriana y se han identificado tres niveles de diseminación de resistencia según el vector: bacterias (diseminación clonal), plásmidos (transferencia replicativa) o genes (transposición replicativa).

En un estudio desarrollado por nuestro grupo de investigación en una granja porcícola se encontró que el uso de antimicrobianos en producción animal promueve la aparición de microorganismos resistentes a antimicrobianos en la flora gastrointestinal de animales y en muestras de residuos de corral (Celis 2016; Rubio, 2016). Entre los aislamientos obtenidos se encontraron los tres niveles de diseminación descritos.

Se documentó diseminación clonal en 12/13 aislamientos de Enterococcus faecalis con mutaciones en los genes gyrA y ParC que confieren resistencia a quinolonas basándonos en el análisis de relaciones genéticas entre aislamientos que indica un porcentaje mayor a 97 que se consideró indicativo de clonalidad (figura 2; Celis, 2016). Es decir un clon resistente al dividirse probablemente diseminó la resistencia a quinolonas detectada, que se atribuye al uso de estos antibióticos en el agua como profilaxis post-destete (Celis, 2016).

Figura 2: Dendrograma de aislamientos de E. faecalis resistentes a quinolonas. Los datos muestran 13 patrones genéticos (p) agrupados en dos genotipos obtenidos por rep-PCR. La figura fue elaborada basada en el análisis de los patrones con el sistema DiversiLab. Sample ID, número de muestra asignado en el estudio. La escala horizontal (94-100) indica el nivel de similaridad de los patrones expresado en porcentaje. Patrones con porcentaje de similaridad mayor al 97% se identifican como clones.

Se identificó transferencia replicativa de plásmidos de los grupos de incompatibilidad IncI1 portadores de los genes bla _CMY-2 (figura 3) en tres cepas de Escherichia coli resistentes a las cefalosporinas de tercera generación ceftazidima, ceftriaxona y cefuroxima, que probablemente fueron seleccionados por el uso profiláctico de ceftiofur en la granja (Rubio, 2016).

Figura 3: Entorno genético del gen bla CMY-2 . Se identificó el gen en un plásmido conjugativo del grupo de incompatibilidad Incl1, acompañado corriente arriba de una secuencia de inserción. La figura fue generada utilizando el software PATRIC 3.3.0.

Finalmente, se encontró evidencia de transposición replicativa de los genes de resistencia a aminoglicósidos strA, strB y aph(3')-Ic (figura 4), en dos cepas E. coli donde aparece movilización de genes de resistencia por la presencia de elementos genéticos que se sugiere son por el uso de antibióticos de este grupo en la granja para el tratamiento de enfermedades respiratorias (Celis, 2016).

Figura 4: Mapa genético de la región de resistencia a aminoglicósidos StrA-StrB-aph(3´)-1c flanqueado corriente abajo por la secuencia de inserción IS26.

La magnitud del gasto energético que impone la expresión de un gen de resistencia a la bacteria, aparece como el principal parámetro biológico que influye en su tasa de desarrollo, estabilidad y reversibilidad (Andersson & Hughes, 2010). La expresión de genes de resistencia, genera gasto energético adicional, el cual depende del tipo de resistencia expresada y puede disminuir la capacidad del microorganismo para sobrevivir y reproducirse (Marciano et al., 2007).

Genes de resistencia localizados a nivel cromosomal exigen mayor gasto energético, por esta razón, la expresión de algunos genes puede ser inducida por un estímulo en particular; este es el caso de la resistencia a vancomicina en S. aureus, la cual es inducida sólo en respuesta a la presencia de glicopéptidos (Moubareck, et al., 2009), o los genes pueden ser movilizados a plataformas extracromosomales (Andersson & Hughes, 2010), disminuyendo el gasto energético porque pueden autoreplicarse independientemente sin división celular. En contraste, los genes de resistencia a antibióticos localizados en plataformas móviles de DNA extracromosomal, generan menor gasto energético, por lo que tienden a mantenerse y expresarse por más tiempo (Enne et al., 2005).

De otro lado el fenómeno de co-selección representaría bajo costo energético y por tanto preserva la resistencia. Éste se define como la adquisición y conservación de diferentes genes de resistencia localizados en la misma plataforma, característica común en la resistencia adquirida por transferencia horizontal (Cantón & Ruiz-Garbajosa, 2011), constituyéndose en uno de los principales problemas de multirresistencia. Así, el tiempo requerido para reducir la expresión de resistencia a un antibiótico está inversamente relacionado con el costo biológico generado (Andersson & Hughes, 2010).