Etanol 96° (C₂H₆O; Nro. CAS: 64-17-5, Perú), hidróxido de sodio 99% (NaOH; Merck Nro. CAS 1310-73-2, Alemania), nitrato de plata 99% (AgNO3; Merck Nro. CAS: 7761-88-8, Alemania) y agua destilada.

Se recolectaron ramas y hojas de queñua originarios de Perú en la zona de Cusco, provincia de Urubamba, específicamente en el distrito de Calca, a una altitud de 2926 msnm, una latitud de 13° 19' 0'' Sur y una longitud de 71° 57' 14'' Oeste. Se procedió a su identificación y clasificación taxonómica en el Herbario Vargas de la Universidad Nacional de San Antonio Abad del Cusco, la muestra fue identificada como Polylepis racemosa. Adicionalmente, se recolectó una muestra compuesta del afluente al sedimentador primario de la PTAR de Cusco, Perú.

La preparación del extracto acuoso e hidroetanólico se realizó según el método reportado por Caceda 15. El solvente hidroetanólico se preparó mezclando etanol de 96° con agua destilada en una proporción del 50% v/v, seguidamente se prepararon extractos en concentraciones al 10% p/p con base al material seco de queñua. El extracto acuoso fue sometido a calentamiento en un baño termostático durante 40 min, alcanzando la temperatura de ebullición (84 °C). El extracto hidroetanólico al 50% se dejó en maceración durante 5 días, luego se filtraron ambos extractos con papel filtro con la finalidad de separar el sobrenadante y el residuo sólido. Con el fin de evitar que los compuestos orgánicos de los extractos se oxidaran, particularmente los fenoles, se almacenaron en un ambiente fresco en botellas de color ámbar.

Para calcular la cantidad de compuestos fenólicos se empleó el método de Folin Ciocalteu, según Gutiérrez et al. 16. La siguiente ecuación representa el modelo matemático de la curva patrón:

Donde x es la absorbancia a 765 nm, y es la concentración en mg de ácido gálico por litro (mg AG/L) y el valor de ajuste de R² es de 0,99.

Se empleó la Ec. (2) para presentar los cálculos en mg AG/g de queñua 17.

Donde V es el volumen de la muestra, M es la masa de la muestra, c¡ es la concentración de ácido gálico en mg AG/L de extracto, y C es la concentración de ácido gálico en mg AG/g de queñua.

Basados en experiencias previas de pruebas preexperimentales, se biosintetizaron las AgNPs mezclando en una proporción de 1:3 los extractos con el AgNO₃ 0,1 M. Después se ajustó el pH con NaOH 0,1 M hasta obtener un pH de 7, 10 y 12, seguido de una agitación constante a 350 rpm durante 24 h. En el caso de los ensayos de biosíntesis a temperatura de 60 °C, se usó una plancha calefactora de baño maría durante 30 min a temperatura constante controlada mediante un termómetro. Una vez finalizados, los experimentos se almacenaron en botellas color ámbar recubiertas con papel aluminio, la variable dependiente fue el tamaño de las AgNPs y las variables independientes se presentan en la tabla 1.

Tabla 1

Niveles (valores)	Variables independientes
	Cantidad de etanol en el solvente (%)	pH	Temperatura (°C)
1	0	7	20
2	-	10	-
3	50	12	60

Se realizó un diseño factorial multinivel con base a las variables independientes y los niveles presentados en la tabla 1, el resultado fue un total de 12 experimentos presentados en la tabla 2.

Tabla 2

	N.° de ensayo
	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	11	12
Cantidad de etanol (%)	50	50	50	0	0	50	0	50	0	0	50	0
pH	7	12	7	7	12	10	7	12	10	10	10	12
T (°C)	20	20	60	60	20	60	20	60	60	20	20	60

El espectrómetro modelo Thermo Evolution 3000 se utilizó para definir la banda de plasmón de superficie de las NPs mediante es-pectrofotometría UV-visible. Los espectros obtenidos se evaluaron utilizando el software Origin 2022b. Se tomaron muestras a dos intervalos de tiempo durante un mes para monitorear la evolución de las longitudes de onda en la solución de reacción. El objetivo era observar la estabilidad de las NPs a lo largo del tiempo.

El análisis DLS (Dynamic Light Scattering) se realizó 11 semanas después del inicio del proceso de biosíntesis, en un equipo del modelo Zetasizer Nano Z, con la finalidad de examinar y monitorear la polidispersidad, la distribución de tamaño y la estabilidad de los coloides. Los parámetros de operación del DLS fueron:

Temperatura: 25 °C

La caracterización morfológica, se realizó utilizando un equipo de microscopía electrónica de barrido (SEM), modelo Tescan Mira 3. Mediante la técnica de Energy Dispersive X (EDX) y potencial Z, se evaluó la composición elemental y carga superficial de las NPs, respectivamente. Estos análisis se realizaron después de 14 semanas de la síntesis, para evaluar la morfología y la estabilidad de las AgNPs.

Se desarrolló el análisis de varianza (ANOVA) para determinar la significancia de las variables, así mismo, se estudió el efecto de cada una de las variables sobre la dispersión de los tamaños hidrodinámicos de las AgNPs. Por otro lado, se estableció un modelo matemático para relacionar las variables investigadas. El software Statgraphics Centurion 18-X64 se utilizó para evaluar el análisis estadístico (la autorización de Software Shop fue adquirida en el año 2022).

La aplicación antibacteriana se realizó sobre 10 L de agua residual filtrada que se obtuvo del ingreso al primer sedimentador de la PTAR. La figura 1 muestra los pasos que se siguieron para tratar la muestra de agua de la PTAR.

Figura 1

Con base a pruebas preexperimentales, se expusieron 500 mL de agua filtrada a diferentes dosis de AgNPs en solución coloidal del extracto (50, 70, 90, 110 y 130 mL) para evaluar la actividad antibacteriana, se utilizó un equipo de pruebas de jarras para agitar las muestras durante 30 min a una velocidad constante de 250 rpm, luego se dejó reposar las muestras durante 20 min. La figura 1 ilustra el proceso de dosificación de AgNPs en las muestras de agua de la PTAR.

Se utilizó el método de dilución en tubo múltiple para realizar el análisis bacteriano 18, el cual se realizó por triplicado para determinar la cantidad total de coliformes y termotolerantes, tanto en la muestra filtrada inicial como en las que fueron expuestas con dosis de AgNPs, con la finalidad de comparar los resultados.

Se utilizó la Ec. (3) para determinar el % de eliminación de bacterias:

Donde m _f son los coliformes totales en la muestra con dosificación de AgNPs y m _i son los coliformes totales en la muestra de agua filtrada.

En la tabla 3 se proporciona información sobre la cantidad de compuestos fenólicos en los extractos de queñua.

Tabla 3

R: repetición por cada muestra.

El extracto hidroetanólico al 50% mostró mayor concentración de compuestos fenólicos totales que el extracto acuoso, esta diferencia podría explicarse a la distinta naturaleza de polaridad de los solventes. Además, cabe resaltar que la temperatura tuvo un impacto significativo en la extracción de compuestos fenólicos del extracto acuoso, el cual ebulló a 84 °C durante 40 min. Investigaciones anteriores, como las de Muñoz et al. 19, subrayan la importancia de la temperatura en la extracción acuosa de compuestos fenólicos, así mismo, Shahidi y Ambigaipal 20 mencionan que los compuestos fenólicos son los responsables de las propiedades antioxidantes y reductoras de los extractos, por lo tanto, los compuestos reducen los iones de plata (Ag⁺) a plata elemental (Ag⁰) al donar electrones.

De los 12 ensayos de AgNPs sintetizados, se observó que poco después de agregar el extracto de queñua a la solución de AgNO₃ las muestras experimentaron un cambio en su apariencia física. La figura 2 muestra la variación de color a marrón oscuro provocado por la adición de 0,1 M de NaOH a la mezcla de reacción, lo cual indica la formación de AgNPs. Rodríguez et al. 21 explican que la variación de color se produce debido a la fuerte absorción de luz visible causada por la excitación del plasmón superficial de las NPs. Así mismo, según Cumbal et al. 11, la variación de color indica el inicio de la reducción de Ag⁺ para generar Ag⁰, que luego se agrupan para formar AgNPs. Además, se demostró que los extractos con tallos y hojas de plantas tuvieron un impacto directo en la síntesis originado por los compuestos fitoquímicos que contienen grupos hidroxilo, carboxilo y fenólicos, así como otros metabolitos que podrían haber contribuido a la síntesis.

Figura 2

El control de pH es fundamental para la síntesis de AgNPs; cuando el pH aumenta hacia valores alcalinos, las AgNPs de tipo esférico muestran bandas de longitud de onda característicos que abarcan aproximadamente los 420 nm 22. Martínez et al. indican que las AgNPs sintetizadas a pH alcalino tienen una mayor concentración como resultado del aumento del pH de las mezclas de reacción 23.

Según Sánchez 24, la temperatura es un factor importante para controlar el tamaño de las AgNPs porque afecta la etapa de nucleación, la cual se desarrolla más rápido a altas temperaturas, por lo tanto, se produce un crecimiento de núcleos de Ag⁰, esto permite a las AgNPs tener una etapa de crecimiento homogénea, lo que produce partículas de tamaño similar.

Sin embargo, en la presente investigación a 60 °C, las AgNPs sintetizadas mostraron un desplazamiento hacia longitudes de onda mayores (figura 3 y figura 4) en su evolución de estabilidad en el tiempo, lo que indicaría que las AgNPs son más grandes. Según Jiang 25, este fenómeno podría explicarse por el aumento proporcional de la temperatura que provoca un crecimiento más rápido de las NPs durante la unión de los clústeres de plata. Esto se traduce en una agregación sin control durante el crecimiento, ya que las NPs se unen entre sí sin ninguna restricción en cuanto a su tamaño.

Figura 3

Figura 4

Se constata a detalle en la tabla 4 los picos de superficie de plasmón superficial (SPR) de cada ensayo de biosíntesis de AgNPs con extracto acuoso en las diferentes fechas de análisis.

Tabla 4

Las representaciones gráficas de los espectros de SPR de las AgNPs se muestran en la figura 3.

Según sus características visuales y los valores de absorbancia registrados, se identificaron AgNPs con probable morfología esférica en intervalos de anchos de banda de 405 a 421 nm. Los hallazgos coinciden con los de Pardo et al. 26, ellos encontraron que las AgNPs tienen formas esféricas con diámetros de entre 1 y 50 nm en el rango de longitudes de onda mencionado. Según Cruz et al. 27, el desplazamiento a longitudes de onda más largas y el ancho de banda de absorción aumentan con las AgNPs más grandes. Esto se debe a que el campo eléctrico no es uniforme dentro de las partículas, lo cual reduce la densidad de la carga en su superficie.

En la mayoría de los experimentos, los espectros exhibieron un desplazamiento a longitudes de onda mayores a lo largo del tiempo, esto podría deberse a que continúa una reacción lenta de reducción de Ag⁺ a Ag⁰, aumentando probablemente el tamaño de las partículas hasta tener una forma energéticamente favorable.

Por otro lado, el espectro UV del ensayo diez (pH: 10, T: 20 °C) permaneció sin variaciones en su banda de longitud de onda, esto confirma la estabilidad y uniformidad de las AgNPs en una solución coloidal, conservando su forma esférica.

En la tabla 5 se muestran los tamaños hidrodinámicos (Z) de las AgNPs.

Tabla 5

N.° de ensayo	Temperatura (°C)	pH	Z (nm)	Pdl
4	60	7	111,20	0,50
5	20	12	147,60	0,43
7	20	7	178,50	0,40
9	60	10	52,44	0,25
10	20	10	58,68	0,48
12	60	12	48,89	0,48

Z: tamaño hidrodinámico promedio.

La mayoría de ensayos muestran Pdl similares, esto sugiere que las muestras tienen una gama variada de tamaños, lo que puede ocurrir debido a que con el tiempo las muestras tienen la tendencia a aglomerarse. En referencia a Botasini 28, el promedio Z puede sobreestimar el tamaño hidrodinámico de las muestras polidispersas. Esto se debe a que Z es la media aritmética de las poblaciones de partículas presentes, donde las de mayor tamaño tienen pesos relativos superiores en la cantidad de luz dispersada en comparación con las partículas más pequeñas.

Los picos de SPR de cada ensayo de biosíntesis de AgNPs con extracto hidroetanólico al 50% de queñua se exhiben en la tabla 6.

Tabla 6

Los espectros UV-vis exhibieron una franja de absorción de energía entre 411 y 429 nm. Los picos de SPR de las AgNPs sintetizadas con extracto hidroetanólico tuvieron mayores longitudes de onda que los de las AgNPs sintetizadas con extracto acuoso. Según Yousaf et al. 29, la existencia de diversos grupos funcionales en los extractos podría ser el motivo de la variación de tamaño y forma de las AgNPs sintetizadas. Los compuestos presentes en los extractos hidroetanólicos generalmente tienen un tamaño molecular más grande y poseen superior capacidad de unirse a las AgNPs, lo que resultaría en la conformación de partículas más grandes.

Los espectros de las AgNPs biosintetizadas con extracto hidroetanólico al 50% de queñua se observan en la figura 4.

En la figura 4B se observa la aparición de bandas de longitud de onda de resonancia dipolar, distintivas de las NPs de grandes tamaños. Cuando el pH es superior de 10, la temperatura de 60 °C y la concentración superior de compuestos fenólicos, las AgNPs crecen a un ritmo acelerado e incontrolable. Esto promueve las polidispersidad y aglomeración de las NPs, lo que se refleja en el tiempo. En la tabla 7 se muestran los tamaños hidrodinámicos de las AgNPs biosintetizadas con extracto hidroetanólico al 50%.

Tabla 7

N.° de ensayo	Temperatura(°C)	pH	Z (nm)	Pdl
1	20	7	49,82	0,56
2	20	12	84,54	0,24
3	60	7	220,70	0,71
6	60	10	62,70	0,50
8	60	12	268,4	0,60
11	20	10	34,77	0,60

Z: tamaño hidrodinámico promedio.

Los valores mayores de PdI en los extractos hidroetanólicos al 50% sugieren que las AgNPs tienen una heterogénea distribución de tamaños, esto coincide con los espectros UV-vis que muestran que las AgNPs son más polidispersas y tienden a juntarse. Los ensayos tres (pH:7 y T: 60 °C) y ocho (pH:12 y T: 60 °C) mostraron Z más altos y mayores Pdl, por lo tanto, la temperatura de síntesis puede haber sido un factor que influyó en la formación de AgNPs. Estos resultados son similares a lo que observaron Liu et al. 30, que la alta temperatura favorece la formación de NPs, pero solo si hay suficiente cantidad de iones de agente precursor Ag+, si la cantidad de iones Ag+ es insuficiente, la nucleación se produce muy rápidamente, lo que impide el crecimiento de las NPs.

La tabla 8 muestra los resultados del análisis de varianza (ANOVA).

Tabla 8

Fuente	Valor P	Cuadrado medio	Suma de cuadrados
A	0,529	1273,49	1273,49
B	0,945	14,55	14,55
C	0,307	3689,71	3689,71
AA	0,297	3855,74	3855,74
AC	0,036	25.661,4	25.661,40
BB	0,052	19.979,8	19.979,80
BC	0,906	42,4581	42,45
Error total		2695,79	10.783,20
Total (corr.)			65.300,30

Valor P: medida de la credibilidad de la hipótesis nula.

De la tabla 8 se deduce que el tipo de extracto y la temperatura no influyeron significativamente en el tamaño de las AgNPs. Sin embargo, la interacción entre estos dos factores tuvo un impacto significativo, esto señala que las dimensiones de las AgNPs no son determinadas de manera individual por cada factor, sino que surgen de la interacción compleja entre estos. En consecuencia, se respalda la hipótesis alternativa que sugiere que la combinación específica de factores, incluyendo la temperatura y el tipo de extracto, impacta directamente en el tamaño de las AgNPs.

En la tabla 9, para evaluar la influencia de las variables, se calculó la disparidad entre los niveles altos y bajos, así como el promedio de estos niveles para cada variable. Según el factor de inflación de varianza (VIF), no existe multicolinealidad entre las variables independientes. Las siguientes son las estimaciones de los efectos:

Tabla 9

Efecto	Factor de inflación de varianza (VIF)	Estimado	Intervalo de confianza
Promedio		52,14	± 72,08
A	1,0	20,60	± 83,23
B	1,0	-2,70	± 101,93
C	1,0	35,07	± 83,23
AB	1,0	43,91	± 101,93
AC	1,0	92,49	± 83,23
BB	1,0	73,12	± 176,56
BC	1,0	-4,61	± 101,93

Un aumento promedio de 35,07 nm en la distribución de tamaños de las NPs se produce al aumentar la temperatura de 20 a 60 °C.

El modelo de regresión utilizado para predecir el tamaño de las Ag-NPs se representa gráficamente en la figura 5. Debido a que el pH no varía de manera lineal, la superficie de respuesta estimada es una parábola. Por lo tanto, se puede observar que los rangos que están marcados de azul y rosado son donde se obtienen dimensiones de menor tamaño a 80 nm de AgNPs, en condiciones de pH inferior a 10 y concentración de etanol del 0 al 50%. Mientras que la tonalidad azul solo indica las condiciones ideales para obtener AgNPs con un tamaño menor a 50 nm, estas condiciones se dan empleando extractos acuosos o extractos con un contenido de etanol no superior al 20%. Los colores naranja, celeste y verde indican que un pH mayor a 11,5, y emplear extractos hidroetanólicos o acuosos, no es adecuado para la síntesis de AgNPs, ya que producen NPs de gran tamaño.

Figura 5

El modelo matemático que representa la biosíntesis de AgNPs es:

Donde T es la temperatura de biosíntesis, CE es la cantidad de etanol y R² = 83,48%.

El valor de R² indica que el modelo de regresión puede explicar el 83,48% de la variación en el tamaño de las AgNPs. Esto indica que el modelo puede predecir el tamaño de las AgNPs en función de los factores mencionados y se ajusta bien a los datos experimentales.

La figura 6 muestra las microfotografías emitidas por la SEM en el ensayo diez, el cual mantuvo una mejor estabilidad a lo largo del tiempo y también presentó las mejores condiciones de réplica por la simplicidad de preparación del extracto acuso de queñua. Según los hallazgos de la presente investigación, la biosíntesis de AgNPs a un pH de 10 y una temperatura de 20 °C, son condiciones donde las NPs presentaron tamaños hidrodinámicos promedios de 58,68 nm, aunque también se obtuvieron NPs de menor tamaño con diferencias de solo el 1,15% a condiciones de temperatura de 60 °C y pH 12 empleando extracto acuoso de queñua; sin embargo, esto significaría un mayor control del proceso y costo de producción en escala piloto o industrial, es por eso que se descartaron los otros ensayos.

Figura 6

Se pudo evidenciar la existencia de plata metálica (figura 6A, señaladas con flechas verdes), las cuales, según Pardo et al. 26, se observan como puntos blancos brillantes en las micrografías debido a sus propiedades lumínicas.

También se observa una fase de color gris más suave (señalado con una flecha amarilla en la figura 6B). Zahir et al. 31 mencionan que esta película se identifica como la parte orgánica, y según Asif et al. 32, la película se compone de sustancias orgánicas extraídas de plantas y materia orgánica que rodea las NPs. Esta materia orgánica se ve como una capa gruesa que rodea las NPs. Estos materiales son los que brindan estabilidad a las AgNPs.

Mediante esta técnica se observaron algunas NPs grandes, de hasta 119,30 nm de radio, y otras pequeñas de hasta 36,06 nm. Sin embargo, también se detectaron partículas de tamaño inferior a 60 nm de diámetro, pero no se pudo determinar su tamaño exacto debido a las limitaciones de la técnica. La muestra estaba compuesta por más del 85% de nanoestructuras esféricas, de las cuales el 95% eran AgNPs y el 5% eran material vegetal. Los resultados obtenidos confirman que la muestra es polidispersa, tal y como se demostró en el análisis de DLS.

Las partículas más pequeñas, representadas por las flechas naranjas en las figuras 6C y 6D, forman una capa alrededor de las partículas de mayor tamaño, lo que conduce a la creación de agregados. Según Koehler et al. 33, las NPs se atraen entre sí debido a la carga eléctrica excesiva en su superficie, cuanto mayor sea el número de cargas eléctricas en exceso mayor es esta atracción. En otras palabras, las NPs con una alta carga eléctrica en su superficie se repelen entre sí, lo que les impide agruparse. Por el contrario, es más probable que se agrupen las NPs con una carga eléctrica menor en su superficie. La deshidratación de la muestra durante la preparación para las técnicas de análisis puede hacer que las partículas se reduzcan de tamaño y se agrupen.

La figura 7 presenta los hallazgos del análisis de EDX, los cuales indican la composición de las AgNPs, compuestas principalmente por plata elemental (Ag⁰). Esto se deduce porque se observa un pico pronunciado y una energía de 3 keV que, según Paulkumar et al. 34, es la energía característica de los rayos X emitidos por la plata.

Figura 7

La espectroscopia de rayos X mostró que las AgNPs están compuestas principalmente por Ag⁰ (69,31%), pero también hay presencia de O (22,57%), Na (6,66%) y K (1,46%). Estos últimos elementos pueden ser el resultado de biomoléculas presentes en la superficie de las AgNPs que las protegen de la degradación.

Después de 14 semanas, se confirmó mediante el análisis EDX los elementos en las AgNPs, el 69,31% era Ag⁰. Los hallazgos corroboran los resultados de la investigación de Menon et al.35, en la que el análisis EDX indica la presencia de Ag⁰, Cl, C y O. Según ellos, estos grupos funcionales se adsorben en las NPs.

Los autores Srirangam y Parameswara 36 llevaron a cabo la síntesis utilizando extracto de Malachra capitata L. donde observaron que los espectros mostraban Ag⁰ en 70,36% y un porcentaje de C del 35,13%, también mencionan que el porcentaje de Ag⁰ es un indicador de la eficiencia de conversión. En el estudio de Femi et al. 37 se biosintetizaron AgNPs con Cleichenia pectinata (Willd.) C. Presl, en los espectros observaron la presencia del pico característico de Ag⁰ a 3 keV Ag⁰ en un porcentaje del 16%, ellos también descubrieron la presencia de otros elementos químicos como O (68%), Si (12%), Al (5%) y K (4%), que se encontraban en la superficie de las AgNPs formando una capa orgánica de recubrimiento.

Según Bhattacharjee et al.38, la técnica de potencial Z puede evaluar la carga superficial de las NPs, y si tienen cargas superficiales más bajas, suelen agruparse, coagularse o flocularse. Por el contrario, las NPs con cargas superficiales más altas de ±30 mV tienden a repelerse entre sí, esto indica que las partículas no se atraen entre sí, por lo que no se agrupan ni se floculan. También, Elamawi et al.39 mencionan que cuando las AgNPs tienen una carga negativa se repelen con otras partículas, lo que evita que se agrupen. En la presente investigación se obtuvo un valor de -10 mV, pues la biosíntesis a un pH de 10 fomenta la formación de AgNPs con una mayor carga negativa, según lo reportado por Bélteky et al. 40, que investigaron cómo los grupos funcionales que se encuentran en las superficies de las NPs son susceptibles a perder protones en soluciones básicas, esto permite incrementar la carga superficial negativa de dichas NPs; por lo tanto, el valor Z de la muestra probablemente fuera mayor al principio de la síntesis que después de un período de 14 semanas. La probable reducción en el valor de Z puede ser atribuible a una combinación de factores, incluyendo la adsorción de biomoléculas a la superficie de las partículas y la oxidación de la plata. Asimismo, la matriz biológica del extracto de queñua puede ayudar a estabilizar las AgNPs, incluso después de que su carga negativa haya disminuido. Las biomoléculas presentes en el extracto podrían estar adsorbiéndose a la superficie de las partículas y generando una carga negativa adicional.

Las dosis de AgNPs en solución acuosa aplicadas a las muestras de agua se muestra en la tabla 10. La muestra filtrada contenía coliformes totales y coliformes termotolerantes en una cantidad de 33 x 106 NMP/100 mL. Después de haber aplicado las diferentes dosis, se redujo a menos de 1,8 NMP/100 mL, esto indica que se produjo una eliminación de prácticamente el 100%. Este resultado afirma lo mencionado por Ticllacuri y Travezaño 12, quienes han encontrado que las NPs de tamaño nanométrico tienen una mayor capacidad de supresión de coliformes totales y termotolerantes. Según Menon et al. 35, las AgNPs poseen la capacidad de eliminar bacterias al interrumpir la permeabilidad y la respiración de la membrana celular. Además, se unen a moléculas con azufre, lo que produce sustancias que dañan la célula a nivel molecular. Se cree que las AgNPs interfieren con enzimas y proteínas necesarias para producir Adenosín Trifosfato (ATP) en las células bacterianas, lo que interrumpe la función celular y mata las bacterias.

Tabla 10

Ensayo	(mL) AgNPs	NMP CT/100 mL	NMP CTL/100 mL	% de eliminación de bacterias
1		33 x 106	33 x 106	-
2	50	1,8	1,8	100
3	70	1,8	1,8	100
4	90	1,8	1,8	100
5	110	1,8	1,8	100
6	130	1,8	1,8	100

CT: coliformes totales.

Los resultados de esta investigación señalan que las AgNPs son efectivas en el tratamiento antibacteriano. Esto significa que la PTAR podría cumplir con los requisitos de calidad ambiental para aguas de categoría uno (coliformes inferiores a 50 NMP/100 mL) 41. Sin embargo, deben realizarse más estudios de la variación mediante el empleo de dosis menores con base a los resultados expuestos en la tabla 10.