Correo Electrónico
DNINFOA - SIA
Bibliotecas
Convocatorias
Identidad U.N.
Publicado
Potencial de regeneración de Psychotria ipecacuanha (Rubiaceae) a partir de capas delgadas de células
Regeneration Potential of Psychotria Ipecacuanha (Rubiaceae) from Thin Cell Layers
Palabras clave:
análisis histológico, diodos emisores de luz, embriogénesis somática, organogénesis, reguladores de crecimiento, (es)histology, light-emitting diodes, organogenesis, plant growth regulators, somatic embryogenesis (en)
Conociendo las propiedades medicinales de la especie vegetal Psychotria ipecacuanha (Brot.) Stokes, su crítico estado de conservación, así como las dificultades que presenta para la propagación efectiva, el presente estudio tuvo como objetivo evaluar su potencial de propagación por los sistemas de regeneración in vitro, organogénesis y embriogénesis somática. Para este propósito, capas delgadas de células (CDCs) de tallos y de hojas, así como segmentos foliares fueron sometidos a diferentes tratamientos con reguladores de crecimiento y condiciones de luz. Además se estableció el efecto de diferentes longitudes de onda vía diodos emisores de luz (LEDs), sobre la regeneración en estos explantes y nudos provenientes de plantas in vitro. Los resultados obtenidos mostraron que los segmentos de hoja y las CDCs de tallo sembrados en el medio de cultivo MS suplementado con las combinaciones de los reguladores de crecimiento IBA + BAP e IBA + TDZ formaron embriones somáticos y brotes. Los cortes histológicos realizados corroboraron estos dos tipos de origen. Se encontró que bajo la condición lumínica 16/8, se alcanzaron los mejores resultados de inducción de brotes y embriones. En cuanto al efecto de las diferentes longitudes de onda de luz, se encontró que las correspondientes al rojo, verde y blanca, favorecieron el crecimiento y desarrollo de brotes y la inducción de embriones somáticos. El desarrollo de los brotes a partir de los nudos no presentó diferencias estadísticas entre los tratamientos con LEDs, por lo que se recomienda el uso de la luz blanca continua y con fotoperiodo durante el proceso de multiplicación y desarrollo de estos.
Knowing the medicinal properties of the plant specie Psychotria ipecacuanha (Brot.) Stokes, its critical condition and the difficulties for its effective propagation, the present study aimed to assess the potential of propagation of P. ipecacuanha by in vitro systems of regeneration, organogenesis and somatic embryogenesis. For this purpose, thin cell layers (TCL) of stems and leaves, as well as leaf segments were subjected to different treatments of plant growth regulators and light conditions. Furthermore, the effect of different wavelengths via light emitting diodes (LED’s), was established for the regeneration in these explants and nodal explants from in vitro plants. The results showed that leaf segments and stem TCL, cultured in MS medium supplemented with the combinations of growth regulators IBA + BAP and IBA + TDZ, formed somatic embryos and shoots. The histological sections supported the two types of source. It was found that the best results in shoot induction and embryos were achieved under the light condition 16/8-h light/dark. Regarding the effect of different wavelengths, it was found that those corresponding to red, green, and white supported the growth and shoot development as well as somatic embryos induction. The shoots development from the nodal explants did not show statistical differences between LEDs treatments, so the use of a continuous white light and photoperiod is recommended during their multiplication and development.
Descargas
Citas
Akinboye ES, Bakare O. Biological Activities of Emetine. Open Nat Prod J. 2011;4:8-15. Doi: 10.2174/1874848101104010008.
Aksenova NP, Konstaninova TN, Sergeeva LI, Macháková I, Golyanovskaya SA. Morphogenesis of potato plants in vitro. Effect of light quality and hormones. J Plant Growth Regul. 1994;13(3):143-146. Doi: 10.1007/BF00196378.
Avercheva OV, Berkovich YA, Erokhin AN, Zhigalova TV, Pogosyan SI, Smolyanina SO. Growth and photosynthesis of Chinese cabbage plants grown under light-emitting diode-based light source. Russ J Plant Physiol. 2009;56(1):14-21. Doi: 10.1134/S1021443709010038.
Basalma D, Uranbey S, Mirici S, Kolsarici O. TDZ x IBA induced shoot regeneration from cotyledonary leaves and in vitro multiplication in safflower (Carthamus tinctorius L.). Afr J Biotechnol. 2008;7(8):960-966.
Batistini AP, Moro JR, França SC, Pereira AMS. Avaliação de diferentes sistemas de cultivo "in vitro" para micropropagaçao de Psychotria ipecacuana (Brot.) Stokes. Rev Bras Pl Med. 2002;5(1):27-35. Doi: 10.1590/S1516-05722012000200024.
Brazaitytė A, Duchovskis P, Urbonavičiūtė A, Samuolienė G, Jankauskienė J, Sakalauskaité J, Sabajevienė G, Sirtautas R, Novičkovas A. The effect of light-emitting diodes lighting on the growth of tomato transplants. Zemdirbyste. 2010;97(2):89-98.
Cob J, Sabja A, Ríos D, Lara A, Donoso P, Arias L, Escobar B. Potencial de la organogénesis como estrategia para la masificación in vitro de Persea lingue en la zona centro-sur de Chile. Bosque. 2010;31(3):202-208. Doi: https://doi.org/10.4067/S0717-92002010000300004.
Dam A, Paul S, Bandyopadhyay TK. Direct somatic embryogenesis and plant regeneration from leaf explants of Limonium sinensis (Girard) Kuntze. Sci Hort. 2010;126(2):253-260. Doi: 10.1016/j.scienta.2010.06.016.
Daud N, Faizal A, Geelen D. Adventitious rooting of Jatropha curcas L. is stimulated by phloroglucinol and by red LED light. In Vitro Cell Dev Biol - Plant. 2013;49(2):183-190. Doi: 10.1007/s11627-012-9486-4.
De la Peña C, Galaz Ávalos RM, Loyola Vargas VM. Possible role of light and polyamines in the onset of somatic embryogenesis of Coffea canephora. Mol Biotechnol. 2008;39(3):215-224. Doi: 10.1007/s12033-008-9037-8.
Deore CA, Johnson ST. High frequency plant regeneration from leaf disc cultures of Jatropha curcas L.: an important biodiesel plant. Plant Biotechnol Rep. 2008;2(1):7-11. Doi: 10.1007/s11816-008-0042-y.
Dobránszki J, Teixeira da Silva J. Adventitious shoot regeneration from leaf thin cell layers in apple. Sci Hort. 2011;127(3):460-463. Doi:10.1016/j.scienta.2010.11.003.
Fehér A, Pasternak T, Dudits D. Transition of somatic plant cells to an embryogenic state. Plant Cell Tissue Organ Cult. 2003;74(3):201-228. Doi: 10.1023/A:1024033216561.
Ferreira QS, Paloma M, Lima dos Santos L, Trindade MF. Use and importance of quina (Cinchona spp.) and ipeca (Carapichea ipecacuanha (Brot.) L. Anderson): Plants for medicinal use from the 16th century to the present. J Herb Med. 2012;2(4):103-112. Doi: 10.1016/j.hermed.2012.07.003.
Garcia RMA, de Oliveira LO, Moreira MA, Barros WS. Variation in emetine and cephaeline contents in roots of wild Ipecac (Psychotria ipecacuanha). Biochem Syst Ecol.2005;33(3):233-243. Doi: 10.1016/j.bse.2004.08.005.
Gerdakaneh M, Zohori M. The Effect of picloram on somatic embryogenesis of different explants of strawberry (Fragariaananassa Duch.). Br Biotechnol J. 2013;3(2):133-142. Doi: 10.9734/BBJ/2013/2370.
Hidalgo DN, Palma TZ. Micropropagación in vitro de la raicilla (Psychotria ipecacuanha). Informe final. Vicerrectoría de investigación y Extensión. Instituto Tecnológico de Costa Rica; 1993. p. 58.
Hoshino T, Cuello J. Somatic embryogenesis. In: Mujib A, Samaj J, editors. Environmental design considerations for somatic embryogenesis. Berlin, Heidelberg: Springer; 2006. p. 25-34.
Ideda K, Teshima D, Aoyama T, Satake M, Shimomura K. Clonal propagation of Cephaelis ipecacuanha. Plant Cell Rep. 1988;7(4):288-291. Doi: 10.1007/BF00272545.
Jha S, Jha T. Micropropagation of Cephaelis ipecacuanha Rich. Plant Cell Rep. 1989;8(8):437-439. Doi: 10.1007/ BF00269043.
Johansen DA. Plant Microtechnique. New York, EEUU: McGraw-Hill; 1940. p. 523.
Kaldenhoff R, Henningsen U, Richter G. Gene activation in suspension-cultured cells of Arabidopsis thaliana during blue-light-dependent plantlet regeneration. Planta. 1994;195(2): 182-187. Doi: 10.1007/BF00199677.
Karam NS, Al-Majathoup M. Direct shoot regeneration and microtuberization in wild Cyclamen persicum Mill. using seedling tissue. Sci Hort. 2000;86(3):235-236. Doi: 10.1016/S0304-4238(00)00146-1.
Kaur M, Singh A, Singh J, Singh A, Singh S. Effect of media composition and explant type on the regeneration of eggplant (Solanum melongena L.). Afr J Biotechnol. 2013;12(8):860-866. Doi: 10.5897/AJB12.554.
Kintzios SE, Taravira N. Effect of genotype and light intensity on somatic embryogenesis and plant regeneration in melon (Cucumismelo L.). Plant Breed. 1997;116:359-362. Doi: 10.1111/j.1439-0523.1997.tb01012.x.
Kumar S, Singh MP. Plant tissue culture. Nueva Delhi, India: APH Publishing Corporation; 2009. p. 286.
Landi L, Mezzetti B. TDZ, auxin and genotype effects on leaf organogenesis in Fragaria. Plant Cell Rep. 2006;25(4):281-288. Doi: 10.1007/s00299-005-0066-5.
Lara A, Valverde R, Gómez L, Hidalgo N. Micropropagación de la planta medicinal Psychotria acuminata. Agronomía Costarricense. 2003a;27(2):7-20.
Lara A, Valverde R, Gómez L. Histología de embriones somáticos y brotes adventicios inducidos en hojas de Psychotria acuminata. Agronomía Costarricense. 2003b;27(1):37-48.
Latkowska MJ, Kvaalen H, Appelgren M. Genotype dependent blue and red light inhibition of the proliferation of the embryogenic tissue of Norway spruce. In Vitro Cell Dev Biol-Plant. 2000;36(1):57-60. Doi: 10.1007/s1 1627000-0013-7.
Li H, Xu Z, Tang C. Effect of light-emitting diodes on growth and morphogenesis of upland cotton (Gossypium hirsutum L.) plantlets in vitro. Plant Cell Tissue Organ Cult. 2010;103(2):155-163. Doi: 10.1007/s11240-010-9763-z.
Low YJS, Chen KC, Wu KX, Mah-Lee NM, Chu HJJ. Antiviral activity of emetine dihydrochloride against dengue virus infection. J Antivir Antiretrovir. 2009;1(2):62-71. Doi: 10.4172/jaa.1000009.
Malik KA, Saxena PK. Regeneration in Phaseolus vulgaris L: High frequency induction of direct shoot formation in intact seedlings by N6-benzylaminopurine and thidiazuron. Planta. 1992;186(3):384-389. Doi: 10.1007/BF00195319.
Marks TR, Simpson SE. Effect of irradiance on shoot development in vitro. Plant Growth Regul. 1999;28(2):133-142. Doi: 10.1023/A:1006276724956.
Martins ER, Oliveira LO, Maia JTLS, Vieira IJC. Estudo ecogeográfico da poaia [Psychotria ipecacuanha (Brot.) Stokes]. Rev Bras Pl Med. 2009;11(1):24-32. Doi: 10.1590/S1516-05722009000100005.
Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 1962;15(3):473-497. Doi: 10.1111/j.1399-3054.1962. tb08052.x.
Naranjo EJ, Urrea AI, Atehortúa L. Avances en la propagación vía embriogénesis somática de Psychotria ipecacuanha (Brot.) Stokes, planta medicinal en peligro crítico. Rev Colomb Biotecnol. 2014;16(1):86-92. Doi: https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v16n1.44228.
Nhut DT, Takamura T, Watanabe H, Okamoto K, Tanaka M. Responses of strawberry plantlets cultured in vitro under super bright red and blue light emitting diodes (LED's). Plant Cell Tissue Organ Cult. 2003a;73(1):43-52. Doi: 10.1023/A:1022638508007.
Nhut DT, Teixeira da Silva JA, Aswath CR. The importance of the explant on regeneration in thin cell layer technology. In Vitro Cell Dev Biol-Plant. 2003b;39(3):266-276. Doi: 10.1079/IVP2002408.
Ohki S. Scanning electron microscopy ofshoot differentiation in vitro from leaf explants of the African violet. Plant Cell Tissue Organ Cult. 1994;36:157-162. Doi: 10.1007/ BF00037714.
Pacheco G, Garcia R, Lugato D, Vianna M, Mansur E. Plant regeneration, callus induction and establishment of cell suspension cultures of Passiflora alata Curtis. Sci Hort.2012;144:42-47. Doi: 10.1016/j.scienta.2012.06.022.
Palma T. Biotecnología en la domesticación de plantas medicinales. Costa Rica: X Congreso Nacional Agronómico; 1996. p. 31-33.
Poudel PR, Kataoka I, Mochioka R. Effect of red- and blue light-emitting diodes on growth and morphogenesis of grapes. Plant Cell Tissue Organ Cult. 2008;92(2):147-153. Doi: 10.1007/s11240-007-9317-1.
Roca WM, Mroginski LA. Cultivo de tejidos en la agricultura: fundamentos y aplicaciones. Cali, Colombia: CIAT; 1991. p. 969.
Rout GR, Samantaray S, Das P. In vitro somatic embryogenesis from callus cultures of Cephaelis ipecacuanha A. Richard. Sci Hort. 2000;86(1):71-79. Doi: 10.1016/S0304-4238(00)00130-8.
Ruzin SE. Plant microtechnique and microscopy. New York, EEUU: Oxford University; 1999. p. 322.
Salazar R, Vargas TE, De García E, Oropeza M. Micropropagación y organogénesis de Aster ericoides cultivar. INCI. 2005;30(5):295-299.
Samuolienė G, Urbonavičiūtė A, Brazaitytė A, Jankauskienė J, Duchovskis P, Bliznikas Z, Žukauskas A. The benefits of red LED's: improved nutritional quality due to accelerated senescence in lettuce. Sodinink Darzinink. 2009;28(2):111-120.
Shukla P, Makwana V, Bhatt D, Robin P. Efficient method for direct and indirect organogenesis in biofuel crop Jatropha curcas. Int J Pharm Bio Sci. 2013;4(1):673 - 682.
Souza MM, Martins ER, Santana TN, de Oliveira LO. Reproductive studies in Ipecac (Psychotria ipecacuanha (Brot.) Stockes; Rubiaceae): Pollen development and morphology. Braz Arch Biol Techn. 2008;51(5):981-989. Doi: 10.1590/S1516-89132008000500015.
Sreedhar RV, Venkatachalam L, Thimmaraju R, Bhagyalakshmi N, Narayan MS, Ravishankar GA. Direct organogenesis from leaf explants of Stevia rebaudiana and cultivation in bioreactor. Biol Plantarum. 2008;52(2):355-360. Doi: 10.1007/s10535-008-0073-9.
Swarna J, Ravindhran R. In vitro organogenesis from leaf and transverse thin cell layer derived callus cultures of Talinum triangulare (Jacq.) Willd. Plant Growth Regul. 2013;70(1):79-87. Doi: 10.1007/s10725-012-9780-5.
Teixeira da Silva JA. Thin cell layer technology for induced response and control of rhizogenesis in chrysanthemum. Plant Growth Regul. 2003;39(1):67-76. Doi: 10.1023/A:1021854320969.
Teixeira da Silva JA. Evaluation of carbon sources as positive selection agents for chrysanthemum (Dendranthema X grandiflorum (Ramat.) Kitamura) transformation. N Z J Crop Hortic Sci. 2004;32:55-67. Doi: 10.1080/01140671.2004.9514280.
Teixeira da Silva JA, Singh N, Tanaka M. Priming biotic factors for optimal protocorm-like body and callus induction in hybrid Cymbidium (Orchidaceae), and assessment of cytogenetic stability in regenerated plantlets. Plant Cell Tissue Organ Cult. 2006;84(2):135-144. Doi: 10.1007/ s11240-005-9003-0.
Teixeira da Silva J, Dobránszki J. Plant Thin Cell Layers: A 40-Year Celebration. J Plant Growth Regul. 2013;32(4):922-943. Doi: 10.1007/s00344-013-9336-6.
Tran Thanh VK, Bui VL. Curent status of thin cell layer method for the induction of organogenesis or somatic embryogenesis. In: Mohan SJ, Gupta PK, Newton RJ, editores. Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Dordrecht, The Netherlands: Kluwer Academic Publishers; 2000. p. 51-92.
Trease GE, Evans W. Tratado de farmacognosia. 12° Ed. México DF: Nueva Editorial Interamericana; 1988. p. 611-615.
Vasil V, Lu C Y, Vasil I. K. Histology of somatic embryogenesis in cultured immature embryos of maize (Zea mays L.). Protoplasma. 1985(1-2);127:1-8. Doi: 10.1007/BF01273696.
Vengadesan G, Pijut P. Somatic embryogenesis and plant regeneration of northern red oak (Quercus rubra L.). Plant Cell Tissue Organ Cult. 2009;97(2):141-149. Doi: 10.1007/s11240-009-9508-z.
Verhagen SA, Wann SR. Norway spruce somatic embryogenesis: High-frequency initiation from light-cultured mature embryos. Plant Cell Tissue Organ Cult. 1989;16(2):103-111. Doi: 10.1007/BF00036518.
Yeung EC, Saxena PK. Histological Techniques. In: Mohan JS, Gupta PK, editores. Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Dordrecht, The Netherlands: Springer; 2005. p. 517-538.
Yin ZF, Zhao B, Bi WL, Chen L, Wang WC. Direct shoot regeneration from basal leaf segments of Lilium and assessment of genetic stability in regenerants by ISSR and AFLP markers. In Vitro Cell Dev Biol-Plant. 2013;49(3):333-342. Doi: 10.1007/s11627-013-9501-4.
Yoshimatsu K, Shimomura K. Efficient shoot formation on internodal segments and alkaloid formation in the regenerates of Cephaelis ipecacuanha A. Richard. Plant Cell Rep. 1991;9(10):567-570. Doi: 10.1007/BF00232333.
Yoshimatsu K, Shimomura K. Plant regeneration on cultured root segments of Cephaelis ipecacuanha A. Richard. Plant Cell Rep. 1994;14(2-3):98-101. Doi: 10.1007/BF00233769.
Zhou H, Li M, Zhao X, Fan X, Guo A. Plant regeneration from in vitro leaves of the peach rootstock 'Nemaguard' (Prunus persica x P. davidiana). Plant Cell Tissue Organ Cult. 2010;101(1):79-87. Doi: 10.1007/s11240-010-9666-z.
Licencia
Derechos de autor 2015 Acta Biológica Colombiana
Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución 4.0.
1. La aceptación de manuscritos por parte de la revista implicará, además de su edición electrónica de acceso abierto bajo licencia Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 (CC BY NC SA), la inclusión y difusión del texto completo a través del repositorio institucional de la Universidad Nacional de Colombia y en todas aquellas bases de datos especializadas que el editor considere adecuadas para su indización con miras a incrementar la visibilidad de la revista.
2. Acta Biológica Colombiana permite a los autores archivar, descargar y compartir, la versión final publicada, así como las versiones pre-print y post-print incluyendo un encabezado con la referencia bibliográfica del articulo publicado.
3. Los autores/as podrán adoptar otros acuerdos de licencia no exclusiva de distribución de la versión de la obra publicada (p. ej.: depositarla en un archivo telemático institucional o publicarla en un volumen monográfico) siempre que se indique la publicación inicial en esta revista.
4. Se permite y recomienda a los autores/as difundir su obra a través de Internet (p. ej.: en archivos institucionales, en su página web o en redes sociales cientificas como Academia, Researchgate; Mendelay) lo cual puede producir intercambios interesantes y aumentar las citas de la obra publicada. (Véase El efecto del acceso abierto).
