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Potencial nematicida de hongos aislados de cultivos de plátano dominico hartón (Musa AAB Simmonds) del suroeste antioqueño
Nematicidal potential of fungi isolated of Plantain crops (Musa AAB Simmonds) from southwest Antioquia
DOI:
https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v24n1.99038Palabras clave:
antagonismo, enzimas, Meloidogyne, Radopholus, Paecilomyces, Pochonia (es)Antagonism, enzymes, Meloidogyne, Radopholus, Paecilomyces, Pochonia (en)
El objetivo de este trabajo fue evaluar el potencial nematicida de aislados fúngicos provenientes de cultivos de plátano de los municipios de Andes y Jardín (Suroeste antioqueño). Se analizaron in vitro diez aislados fúngicos frente a los nematodos fitoparásitos de los géneros Meloidogyne y Radopholus. Los hongos pertenecían a los géneros Paecilomyces, Pochonia, Arthrobotrys, Lecanicillium y Metarhizium. Se realizaron pruebas metabólicas cualitativas con diversos sustratos con el fin de observar la capacidad de degradación de diferentes compuestos característicos en la estructura de huevos o juveniles de nematodos. También, se evaluó la capacidad de colonizar huevos o juveniles de Meloidogyne sp. y, la mortalidad de los aislados frente a los géneros Meloidogyne y Radopholus. Se encontró que la mayoría de los aislados fueron capaces de degradar Tween 80 (90% de los aislados), seguido de caseína (80%), gelatina (80%), Tween 20 (60%), y en menor medida quitina (40% de los aislados); además, el 30% de los aislados presentaron formación de cristales en los medios de Tween. El 70% de los aislados podían infectar huevos, mientras que el 30% restante infectaban juveniles (J2) de Meloidogyne sp., después 24 horas de incubación. En cuanto al porcentaje de mortalidad del hongo y el filtrado, se encontró que todos los aislados difieren del control (p<0.05), siendo aislados de los géneros Pochonia y Paecilomyces quienes presentaron porcentajes de mortalidad superiores al 90%.
The aim of this work was to evaluate the nematicidal potential of fungal isolates from plantain crops in the municipalities of Andes and Jardín (Southwest Antioquia). Ten fungal isolates were analyzed in vitro against phytoparasitic nematodes of the genera Meloidogyne and Radopholus. The fungi belonged to the genera Paecilomyces, Pochonia, Arthrobotrys, Lecanicillium, and Metarhizium. Qualitative metabolic tests were carried out with various substrates to observe the degradation capacity of different characteristic compounds in the structure of nematode eggs or juveniles. Also, the ability to colonize eggs or juveniles of Meloidogyne sp. and, the mortality of the isolates against the genera Meloidogyne and Radopholus were evaluated. It was found that most isolates were capable of degrading Tween 80 (90% of isolates), followed by casein (80%), gelatin (80%), Tween 20 (60%), and to a lesser extent chitin (40 % of isolates); in addition, 30% of the isolates presented crystal formation in the Tween media. 70% of the isolates could infect eggs, while the remaining 30% infected juveniles (J2) of Meloidogyne sp., after 24 hours of incubation. Regarding the percentage of mortality of the fungus and the filtrate, it was found that all the isolates differ from the control (p<0.05), and some isolates of the genera Pochonia and Paecilomyces who presented mortality percentages higher than 90%.
Referencias
Ali, S. S., & Moharram, A. M. (2014). Biodiversity and enzymatic profile of some entomopathogenic fungi. Egyptian Academic Journal of Biological Sciences, F. Toxicology & Pest Control, 6(1), 73-80. https://doi.org/10.21608/eajbsf.2014.17261
Aminuzzaman, F. M., Jahan, S. N., Shammi, J., Mitu, A. I., & Liu, X. Z. (2018). Isolation and screening of fungi associated with eggs and females of root-knot nematodes and their biocontrol potential against Meloidogyne incognita in Bangladesh. Archives of Phytopathology and Plant Protection, 51(5-6), 288-308. https://doi.org/10.1080/03235408.2018.1472359
Aminuzzaman, F. M., Xie, H. Y., Duan, W. J., Sun, B. D., & Liu, X. Z. (2013). Isolation of nematophagous fungi from eggs and females of Meloidogyne spp. and evaluation of their biological control potential. Biocontrol science and technology, 23(2), 170-182. https://doi.org/10.1080/09583157.2012.745484
Araya, M. (1995). Efecto depresivo de ataques de Radopholus similis en banano (Musa AAA). Corbana, 20(43), 3-6. https://www.researchgate.net/publication/311208027_Efecto_depresivo_de_ataques_de_Radopholus_similis_en_banano_Musa_AAA
Athman, S. Y., Dubois, T., Viljoen, A., Labuschagne, N., Coyne, D., Ragama, P., Gold, C. S., & Niere, B. (2006). In vitro antagonism of endophytic Fusarium oxysporum isolates against the burrowing nematode Radopholus similis. Nematology, 8(4), 627-636. https://doi.org/10.1163/156854106778613976
Barron, G. L. (1977). The nematode destroying fungi. Lancaster, Pennsylvania. USA. Lancaster Press, Inc. 140 p.
Binh, C. T., Van Tuan, T., Tram, T. B., & Ha, B. T. V. (2019). Determination of protease and chitinase activities from Paecilomyces variotii NV01 isolated from Dak Lak pepper soil. Vietnam Journal of Science, Technology and Engineering, 61(4), 58-63. https://doi.org/10.31276/VJSTE.61(4).58-63
Bird, A. F. (1968). Changes associated with parasitism in nematodes. III. Ultrastructure of the eggshell, larval cuticle, and contents of the subventral esophageal glands in Meloidogyne javanica, with some observations on hatching. The Journal of Parasitology, 475-489. https://doi.org/10.2307/3277069
Cañizares-Monteros, C. A. (2003). Estudio sobre poblaciones de hongos endofíticos provenientes de suelos supresivos al nematodo barrenador Radopholus similis (Cobb) Thorne en plantaciones comerciales de plátano en la zona de Talamanca, Costa Rica. [Tesis de maestría, CATIE]. http://repositorio.bibliotecaorton.catie.ac.cr/handle/11554/5562
Castillo-Russi, J. D., Araya-Vargas, M., & Patiño-Hoyos, L. F. (2010). Respuesta a la aplicación de nematicida en banano en la zona de Urabá, Colombia. Agronomía mesoamericana, 21(2), 307-317. https://doi.org/10.15517/am.v21i2.4893
Castro, R., Álvarez, A., Machado, E., Mendoza, M., Gómez, R., & García, P. (2011). Caracterización de una quitinasa extracelular producida por Serratia sp. BIOMI-363706 usando quitina coloidal como sustrato. Revista de la Sociedad Química del Perú, 77(2), 101-108. http://www.redalyc.org/articulo.oa?id=371937621002
Eapen, S. J., Beena, B., & Ramana, K. V. (2005). Tropical soil microflora of spice-based cropping systems as potential antagonists of root-knot nematodes. Journal of Invertebrate Pathology, 88(3), 218-225. https://doi.org/10.1016/j.jip.2005.01.011
Esteves, I., Peteira, B., Atkins, S. D., Magan, N., & Kerry, B. (2009). Production of extracellular enzymes by different isolates of Pochonia chlamydosporia. Mycological Research, 113(8), 867-876. https://doi.org/10.1016/j.mycres.2009.04.005
FAO. (2004). La economía mundial del banano 1985-2002. Roma. http://www.fao.org/3/y5102s/y5102s00.htm
Gapasin, R. M., Vasquez, E. A., & Rendon, G. A. (2011). Bioassay-guided identification of the nematicidal secondary metabolites from Paecilomyces lilicanus for the control of root-knot nematode (Meloidogyne graminicola, Golden and Birchfield). Annals of Tropical Research, 33(2), 22-43. https://doi.org/10.32945/atr3322.2011
Gray, N. F. (1985). Ecology of nematophagous fungi: effect of soil moisture, organic matter, pH and nematode density on distribution. Soil Biology and Biochemistry, 17(4), 499-507. https://doi.org/10.1016/0038-0717(85)90017-3
Hankin, L., & Anagnostakis, S. L. (1975). The use of solid media for detection of enzyme production by fungi. Mycologia, 67(3), 597-607. https://doi.org/10.2307/3758395
Jenkins, W. R. B. (1964). A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant disease reporter, 48(9). https://www.cabdirect.org/cabdirect/abstract/19650801105
Kumar, D., Kumar, L., Nagar, S., Raina, C., Parshad, R., & Gupta, V. K. (2012). Screening, isolation and production of lipase/esterase producing Bacillus sp. strain DVL2 and its potential evaluation in esterification and resolution reactions. Archives of Applied Science Research, 4(4), 1763-1770.
Mai, W. F., & Mullin, P. G. 1996. Plant-parasitic nematodes: a pictorial key to genera (No. Ed. 5). Comstock Publishing Associates. DOI: https://doi.org/10.7591/9781501728419
Medina, P., & Baresi, L. (2007). Rapid identification of gelatin and casein hydrolysis using TCA. Journal of microbiological methods, 69(2), 391-393. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2007.01.005
Mustafa, U., & Kaur, G. (2009). Extracellular enzyme production in Metarhizium anisopliae isolates. Folia microbiologica, 54(6), 499-504. https://doi.org/10.1007/s12223-009-0071-0
Ng’ang’a, M. P., Kahangi, E. M., Onguso, J. M., Losenge, T., & Mwaura, P. (2011). Analyses of extra-cellular enzymes production by endophytic fungi isolated from bananas in Kenya. African Journal of Horticultural Science, 5. http://journal.hakenya.net/index.php/ajhs/article/view/73
Olivares, B. C. M. (1999). Caracterización biológica y molecular de hongos patógenos de huevos de nematodos [Tesis doctoral, Universitat d'Alacant-Universidad de Alicante]. 312p. http://rua.ua.es/dspace/handle/10045/3781
Ortiz-Paz, R. A., Guzmán-Piedrahita, Ó. A., & Leguizamón-Caycedo, J. (2015). In vitro effect of Purpureocillium lilacinum (Thom) Luangsa-Ard et al. and Pochonia chlamydosporia var. catenulata (Kamyschko ex Barron & Onions) Zare & Gams on the Root-Knot nematodes [P. chlamydosporia (Kofoid & White) Chitwood AND Meloidogyne mayaguensis Rammh & Hirschmann]. Boletín Científico. Centro de Museos. Museo de Historia Natural, 19(2), 154-172. http://dx.doi.org/10.17151/bccm.2015.19.2.9
Seifert, K. A., & Gams, W. (2011). The genera of Hyphomycetes–2011 update. Persoonia: Molecular Phylogeny and Evolution of Fungi, 27, 119. DOI: https://doi.org/10.3767/003158511X617435
Singh, S., & Mathur, N. (2010). In vitro studies of antagonistic fungi against the root-knot nematode, Meloidogyne incognita. Biocontrol Science and Technology, 20(3), 275-282. https://doi.org/10.1080/09583150903484318
Vergara-Alzate, D., Guzmán, O. A., & Leguizamón-Caycedo, J. (2012). Efecto in vitro de Purpureocillium lilacinum (Thom) Luangsa, Ard et al. y Pochonia chlamydosporia (Goddard) Zare y Gams sobre el nematodo barrenador Radopholus similis (Cobb) Thorne. Agron, 20(2), 25-36. http://agronomia.ucaldas.edu.co/downloads/Agronomia20(2)_4.pdf
Verma, K., & Garg, N. (2018) Detection of Chitinase on Chitin Agar Plates. IJSR 8(2). https://pdfs.semanticscholar.org/4d17/8b3e487cf6e97b85a62881e4a73aa90802f2.pdf
Wei, B. Q., Xue, Q. Y., Wei, L. H., Niu, D. D., Liu, H. X., Chen, L. F., & Guo, J. H. (2009). A novel screening strategy to identify biocontrol fungi using protease production or chitinase activity against Meloidogyne root-knot nematodes. Biocontrol Science and Technology, 19(8), 859-870. https://doi.org/10.1080/09583150903165636
Xiang, N., & Lawrence, K. S. (2016). Optimization of in vitro techniques for distinguishing between live and dead second stage juveniles of Heterodera glycines and Meloidogyne incognita. PLOS ONE, 11(5). https://doi.org/10.1371/journal.pone.0154818
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