Publicado

2014-09-01

Cristalización y predicción de la estructura tridimensional de la proteína homóloga del receptor activado para la quinasa c (lack) de leishmania

Palabras clave:

Cristalización, estructura, Lack, Leishmania, renaturalización (es)

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Autores/as

  • Edwin Patiño González Universidad de Antioquia
  • Isabel Andrea Patiño Márquez Universidad de Antioquia
  • Juan Fernando Alzate Universidad de Antioquia

Los parásitos del género Leishmania son los causantes de la enfermedad conocida como Leishmaniasis. Esta enfermedad es endémica en 98 países. Veinte especies de Leishmania sp han sido descritas como patógenos en humanos y varias de ellas presentan manifestaciones clínicas diferentes. No se dispone de vacuna, a pesar del considerable esfuerzo de muchos grupos de
investigación. Las alternativas para descubrir nuevos medicamentos están basadas en el diseño de compuestos que interaccionen con blancos específicos, principalmente, proteínas encargadas de procesos metabólicos o celulares del patógeno, e.g. la parasitación de las células del huésped vertebrado. La eficiente parasitación del huésped vertebrado por Leishmania depende de la expresión de diferentes proteínas, incluyendo la proteína Lack. Parásitos deficientes de Lack no sobreviven internalizados en las células de los vertebrados. Este artículo presenta las condiciones de renaturalización, purificación y cristalización de la proteína Lack del patógeno humano Leishmania (Viannia) panamensis. Además, los resultados de modelación estructural de esta proteína muestran una conformación proteica similar a un ventilador organizado en 7 aspas, cada una compuesta de 4 hojas β. La estructura de la proteína Lack resultó similar a la proteína asociada a ribosoma RACK1 de Trypanosoma brucei y Saccharomyces cerevisiae, y a la de otros eucariotas. Las características estructurales de la proteína Lack podrían ser usadas para la exploración de nuevos fármacos.

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Citas

Alvar, J.; Vélez, I. D.; Bern, C.; Herrero, M.; Desjeux, P.; Cano, J.; Jannin, J.; de Boer, M. Leishmaniasis worldwide and global estimates of its incidence. PLoS ONE. 2012. 7: e35671.

Hide, M.; Marion, E.; Pomares, C.; Fisa, R.; Marty, P.; Bañuls, A. L. Parasitic genotypes appear to differ in leishmaniasis patients compared with asymptomatic related carriers. Int. J. Parasitol. 2013. 43: 389–397.

Peacock, C. S.; Seeger, K.; Harris, D.; Murphy, L.; Ruiz, J. C.; Quail, M. A.; Peters, N.; Adlem, E.; Tivey, A.; Aslett, M.; et al. Europe PMC Funders Group Comparative genomic analysis of three Leishmania species that cause diverse human disease. Nat. Genet. 2008. 39: 839–847.

Kelly, B. L.; Stetson, D. B.; Locksley, R. M. Leishmania major LACK antigen is required for efficient vertebrate parasitization. J. Exp. Med. 2003. 198: 1689–1698.

Gómez-Arreaza, A.; Acosta, H.; Barros-Álvarez, X.; Concepción, J. L.; Albericio, F.; Avilan, L. Leishmania mexicana: LACK (Leishmania homolog of receptors for activated C-kinase) is a plasminogen binding protein. Experimental Parasitology. 2011. 127: 752–761.

Zhang, Y. I-TASSER server for protein 3D structure prediction. BMC Bioinformatics. 2008. 9: 1-8.

Xu, D.; Zhang, Y. Improving the physical realism and structural accuracy of protein models by a two-step atomic-level energy minimization. Biophysical Journal. 2011. 101: 2525–2534.

Karplus, K. SAM-T08, HMM-based protein structure prediction. Nucleic Acids Research. 2009. 37: W492–W497.

Kelley, L. a; Sternberg, M. J. E. Protein structure prediction on the Web: a case study using the Phyre server. Nature Protocols. 2009. 4: 363–371.

Cudney, R.; Patel, S.; Weisgraber, K.; Newhouse, Y.; McPherson, A. Screening and optimization strategies for macromolecular crystal growth. Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. 1994. 50: 414–423.

Invernizzi, G.; Annoni, E.; Natalello, A.; Doglia, S. M.; Lotti, M. In vivo aggregation of bovine beta-lactoglobulin is affected by Cys at position 121. Protein Expression and Purification. 2008. 62: 111–115.

Tsumoto, K.; Umetsu, M.; Kumagai, I.; Ejima, D.; Arakawa, T. Solubilization of active green fluorescent protein from insoluble particles by guanidine and arginine. Biochemical and Biophysical Research Communications. 2003. 312: 1383–1386.

Tsumoto, K.; Umetsu, M.; Kumagai, I.; Ejima, D.; Philo, J. S.; Arakawa, T. Role of arginine in protein refolding, solubilization, and purification. Biotechnol. Prog. 2004. 20: 1301–1308.

Vallejo, L. F.; Rinas, U. Strategies for the recovery of active proteins through refolding of bacterial inclusion body proteins. Microbial Cell Factories. 2004. 3: 11.

Oganesyan, N.; Kim, S.; Kim, R. On-column Chemical Refolding of Proteins. PharmaGenomics. 2004. September: 22–26.

Begg, G. E.; Speicher, D. W. Mass Spectrometry Detection and Reduction of Disulfide Adducts Between Reducing Agents and Recombinant Proteins with Highly Reactive Cysteines. Journal of Biomolecular Techniques. 1999. 10: 17–20.

McPherson, A. Introduction to protein crystallization. Methods. 2004. 34: 254–265

Kim, Y.; Babnigg, G.; Jedrzejczak, R.; Eschenfeldt, W. H.; Li, H.; Maltseva, N.; Hatzos-Skintges, C.; Gu, M.; Makowska-Grzyska, M.; Wu, R.; et al. High-throughput protein purification and quality assessment for crystallization. Methods. 2011. 55: 12–28.

Preckel Tobias, V. M. and K. M. Quality Control for the Agilent 2100 Bioanalyzer Protein 200 Plus LabChip Kits. Technical Overview; 2002. 1-8.

Saridakis, E.; Dierks, K.; Moreno, A.; Dieckmann, M. W. M.; Chayen, N. E. Separating nucleation and growth in protein crystallization using dynamic light scattering. Acta Crystallographica Section D Biological Crystallography. 2002. 58: 1597–1600.

Lovell, S. C.; Davis, I. W.; Arendall, W. B.; de Bakker, P. I. W.; Word, J. M.; Prisant, M. G.; Richardson, J. S.; Richardson, D. C. Structure validation by Calpha geometry: phi,psi and Cbeta deviation. Proteins. 2003. 50: 437–450.

Baugh, E. H.; Lyskov, S.; Weitzner, B. D.; Gray, J. J. Real-time PyMOL visualization for Rosetta and PyRosetta. PLoS ONE. 2011. 6: e21931.

Ullah, H.; Scappini, E. L.; Moon, A. F.; Williams, L. V.; Armstrong, D. L. E. E. Structure of a signal transduction regulator , RACK1 , from Arabidopsis thaliana. Protein Science. 2008. 17: 1771–1780.

Coyle, S. M.; Gilbert, W. V; Doudna, J. a. Direct link between RACK1 function and localization at the ribosome in vivo. Molecular and cellular biology. 2009. 29: 1626–1634.

Hashem, Y.; des Georges, A.; Fu, J.; Buss, S. N.; Jossinet, F.; Jobe, A.; Zhang, Q.; Liao, H. Y.; Grassucci, R. a; Bajaj, C.; et al. High-resolution cryo-electron microscopy structure of the Trypanosoma brucei ribosome. Nature. 2013. 494: 385–389.

Sengupta, J.; Nilsson, J.; Gursky, R.; Spahn, C. M. T.; Nissen, P.; Frank, J. Identification of the versatile scaffold protein RACK1 on the eukaryotic ribosome by cryo-EM. Nature structural & molecular biology. 2004. 11: 957–962.

Gao, H.; Ayub, M. J.; Levin, M. J.; Frank, J. The structure of the 80S ribosome from Trypanosoma cruzi reveals unique rRNA components. Proc Natl Acad Sci. 2005. 102: 10206–10211.